Таким образом, в условиях проведенного эксперимента у животных с СД в состоянии инсулиновой гипогликемии обнаруживаются типичные глюкагоновые эффекты, связанные с резким усилением глюконеогенеза из аминокислот. Быстрый и прямой отрицательный контроль глюконеогенеза с помощью инсулина in vivo не проявляется [9]. Изменений активности ГбФазы в условиях настоящего эксперимента не выявлено, однако активность фермента не обязательно лимитирует продукцию глюкозы печенью [9].
Увеличение активности АМФД у животных с СД при инсулиновой гипогликемии также свидетельствует об увеличении непрямого дезаминирования аминокислот в цикле пуриновых нуклеотидов; следствием активации цикла является дополнительное образование аммиака (а затем и мочевины) и исходных продуктов для глюконеогенеза [3].
Однако увеличение активности АМФД может приводить к снижению уровня АМФ и к увеличению образования мочевой кислоты. Повышение активности АМФД в печени крыс с СД в состоянии гипогликемии (4-я экспериментальная группа) сопровождается увеличением содержания мочевой кислоты в крови (табл. 1). Снижение уровня АМФ и рост уровня мочевой кислоты в гепатоцитах приводят к уменьшению активности АМФ-активируемой протеинкиназы (AMPK) [10]. Снижение активности AMPK вызывает уменьшение фосфорилирования mTORC2 по остаткам Ser171, нефосфорилированный по Ser171 TORC2 поступает в ядро и стимулирует транскрипцию генов ключевых ферментов глюконеогенеза - фосфоенолпируваткарбоксикиназы и глюкозо-6-фосфатазы [10]. АМФД активируется в печени животных с диабетом, что коррелирует со значительным снижением активности AMPK и значительным увеличением продукции глюкозы в ходе глюконеогенеза [10]. В настоящем исследовании увеличение активности АМФД при гипогликемии наблюдалось только у крыс с СД, но не при гипогликемии у животных 2-й группы. Увеличение активности фермента у животных 4-й группы может быть связано с действием глюкагона [11]. Необходимо также отметить, что увеличение образования мочевой кислоты имеет самостоятельное значение в патогенезе СД и его осложнений, таких как атеросклероз, микроангиопатии и нейропатии [12]. Таким образом, частые эпизоды гипогликемии являются фактором, способствующим развитию отдаленных осложнений заболевания.
Содержание СЖК и лактата уменьшается при инсулиновой гипогликемии у животных 2-й группы (табл. 1). Инсулин угнетает липолиз в жировой ткани и гликогенолиз в скелетных мышцах [2]. Снижение липолиза является основным механизмом подавления глюконеогенеза в печени под действием инсулина, поскольку основным источником АТФ и восстановительных эквивалентов для глюконеогенеза служит окисление жирных кислот [2, 9]. Подавление инсулином продукции глюкозы печенью связано со снижением липолиза в адипоцитах и падением уровня сывороточных СЖК и не зависит от изменений тонуса блуждающего нерва и действия глюкагона [2, 9]. Инсулиновая гипогликемия у крыс с СД, в отличие от гипогликемии у животных 2-й группы, не приводит к уменьшению уровня СЖК (табл. 1). Таким образом, глюконеогенез в печени при гипогликемии у крыс с СД, по- видимому, не лимитирован окислением жирных кислот.
При гипогликемии уровень гликогена в печени уменьшается как у животных 2-й группы, так и у крыс с СД. Вместе с тем уровень гликогена в печени крыс с СД при гипогликемии значительно выше (табл. 1). Высокий уровень гликогена в печени при гипогликемии у животных 4-й группы, вероятно, не связан с нарушениями мобилизации гликогена, а обусловлен увеличением количества гранул гликогена [13] и значительным увеличением интенсивности глюконеогенеза. В условиях активации глюконеогенеза для поддержания уровня глюкозы в крови параллельно происходит и образование гликогена в печени, поскольку до половины глюкозо-6-фосфата, образованного в ходе глюконеогенеза, сначала включается в гликоген, а затем осуществляется мобилизация гликогена [6, 7].
Скорость образования лактата при использовании в качестве субстратов гликогена и глюкозо-6-фосфата при гипогликемии у животных 2-й группы уменьшается, а при гипогликемии у крыс с СД - увеличивается (табл. 2). Глюкагон угнетает гликолиз и стимулирует глюконеогенез в острых условиях, увеличивая активность протеинкиназы А (PKA) [8, 9]. Однако активация глюконеогенеза как процесса приводит к увеличению уровня АМФ и активации АМФ-зависимой протеинкиназы (АМРК) [14]. Кроме того, под действием глюкагона активность АМРК также увеличивается [11]. АМРК активирует гликолиз [11]. Таким образом, глюкагон обладает «двойственным» воздействием на скорость дихотомического распада углеводов в печени.
По-видимому, при гипогликемии у крыс с СД в отношении гликолиза преобладают эффекты гормона, реализуемые через АМРК [14]. Необходимо отметить, что одновременная стимуляция гликолиза и глюконеогенеза приведет к активации большого футильного цикла и к еще большему увеличению продукции АМФ. Увеличение уровня АМФ и/или активация АМРК могут явиться причинами увеличения активности АМФД, обнаруженной в данном эксперименте, тем более что АМФД рассматриваются как регулятор активности АМРК [10].
Увеличение скорости накопления лактата при использовании в качестве субстратов глюкозо-6-фосфата и гликогена при гипогликемии у животных с СД в условиях острого опыта указывает на изменение активности уже существующих ферментов гликолиза [11, 14], однако активность ЛДГ у этих животных значительно уменьшается. Поскольку ЛДГ выполняет множество функций, наиболее вероятной причиной существенного снижения активности ЛДГ является уменьшение количества белка-фермента. Это может быть связано с перемещением ЛДГ в ядро или с образованием комплекса с другими белками; особенно интригующими в контексте настоящего обсуждения являются возможное связывание ЛДГ с АМРК и участие в регуляции ее активности [15].
Заключение
Инсулиновая гипогликемия у крыс с аллоксановым диабетом приводит к увеличению активности глутаминазы и аденозинмонофосфатдезаминазы в печени, к резкому увеличению уровня мочевины и мочевой кислоты в крови; в печени увеличивается интенсивность гликолиза и снижается активность лактатдегидрогеназы. Выявленные изменения отражают активацию глюконеогенеза из аминокислот и могут быть связаны с действием глюкагона и увеличением активности АМФ-зависимой протеинкиназы. В условиях возобновляющейся гипогликемии у пациентов с сахарным диабетом такие изменения будут способствовать развитию отрицательного азотистого баланса и увеличению продукции мочевой кислоты.
печень метаболизм диабет гипогликемия
Список литературы
1. Cryer P.E. Glycemic goals in diabetes: trade-off between glycemic control and iatrogenic hypoglycemia. Diabetes. 2014. vol. 63. № 7. P. 2188-2195.
2. Petersen M.C., Shulman G.I. Mechanisms of insulin action and insulin resistance. Physiological Reviews. 2018. vol. 98. № 4. P. 2133-2223.
3. Телушкин П.К. Инсулиновая гипогликемия и метаболизм мозга: дис. ... докт. биол. наук. Санкт-Петербург, 2009. 285 с.
4. Ноздрачев А.Д., Телушкин П.К. Активность глюкозо-6-фосфатазы в печени и уровень свободных жирных кислот в крови у крыс при инсулиновой гипогликемии // Доклады АН. 2008. Т. 422. № 2. С. 268-269.
5. Jiang P., Du W., Wu M. Regulation of the pentose phosphate pathway in cancer. Protein & Cell. 2014. vol. 5. № 8. P. 592-602.
6. Shah A.M., Wondisford F.E. Tracking the carbons supplying gluconeogenesis. The Journal of biological chemistry. 2020. vol. 295. № 42. P. 14419-14429.
7. Comar J.F., de Oliveira D.S., Bracht L., Kemmelmeier F.S., Peralta R.M., Bracht A. The metabolic responses to l-glutamine of livers from rats with diabetes types 1 and 2. PLoS One. 2016. vol. 11. № 8. e0160067.
8. Janah L., Kjeldsen S., Galsgaard K.D., Winther-S0rensen M., Stojanovska E., Pedersen J., Knop F.K., Holst J.J., Wewer Albrechtsen N.J. Glucagon receptor signaling and glucagon resistance. International Journal of Molecular Sciences. 2019. vol. 20. № 13. Р. 3314.
9. Petersen M.C., Vatner D.F., Shulman G.I. Regulation of hepatic glucose metabolism in health and disease. Nature Reviews Endocrinology. 2017. vol. 13. № 10. P. 572-587.
10. Cicerchi C., Li N., Kratzer, J., Garcia G., Roncal-Jimenez C.A., Tanabe K., Hunter B., Rivard C.J., Sautin Y.Y., Gaucher E.A., Johnson R.J., Lanaspa M.A. Uric acid-dependent inhibition of AMP kinase induces hepatic glucose production in diabetes and starvation: Evolutionary implications of the uricase loss in hominids. FASEB Journal. 2014. vol. 28. № 8. P. 3339-3350.
11. Garcia D., Shaw R.J. AMPK: Mechanisms of cellular energy sensing and restoration of metabolic balance. Molecular Cell. 2017. vol. 66. № 6. P. 789-800.
12. Xiong Q., Liu J., Xu Y. Effects of uric acid on diabetes mellitus and its chronic complications. International Journal of Endocrinology. 2019. 9691345.
13. Sullivan M.A., Aroney S.T., Li S., Warren F.J., Joo J.S., Mak K.S., Stapleton D.I., Bell- Anderson K.S., Gilbert R.G. Changes in glycogen structure over feeding cycle sheds new light on blood-glucose control. Biomacromolecules. 2014. vol. 15. № 2. P. 660-665.
14. Hasenour C.M., Berglund E.D., Wasserman D.H. Emerging role of AMP-activated protein kinase in endocrine control of metabolism in the liver. Molecular and Cellular Endocrinology. 2013. vol. 366. № 2. P. 152-162.
15. Valvona C.J., Fillmore H.L., Nunn P.B., Pilkington G.J. The regulation and function of lactate dehydrogenase A: therapeutic potential in brain tumor. Brain Pathology. 2016. vol. 26. № 1. P. 317.