Материал: иммунотоксичность_Лимфоциты

Лабораторная работа 3-2

КМ К-562 метят изотопом ³Н-уридином (1 мкКи/мл) и инкубируют 1 ч при 37 °С. Затем клетки трижды отмывают культуральной средой, содержащей 10% СЭК. Отмытые КМ выдерживают в культуральной среде 2 ч при 37 °С и отмывают еще раз с целью удаления ³Н-уридина, не включившегося в РНК КМ. Готовят рабочую суспензию меченых КМ с таким расчетом, чтобы в 1 мл содержалось 1×10⁶ КМ и 5 мкг панкреатической РНК-азы.

Цитотоксическую реакцию проводят в круглодонных 96-луночных микропланшетах. В каждую ячейку помещают по 100 мкл рабочей суспензии меченых КМ с РНК-азой и 100 мкл суспензии мононуклеарных клеток (рабочая концентрация - 1х10⁷/мл). Используют различные соотношения КЭ:КМ - 100:1; 50:1; 25:1; 12,5:1. Клетки каждого разведения помещают как минимум в 3 лунки. В контрольных пробах меченые КМ инкубируют без мононуклеарных клеток.

Культуры инкубируют 14 ч при 37 °С и с 5% содержанием СО₂. После инкубации содержимое лунок переносят на фильтры с помощью собирателя клеток - харвестра. Фильтры высушивают, помещают в сцинтилляционную жидкость, проводят учет реакции с помощью β-счетчика. Показатель функциональной активности естественных киллеров выражают в виде индекса цитотоксичности (ИЦ), который определяют по формуле:

Оценка функциональной активности nk-клеток с использованием проточной цитометрии

В качестве метки для КМ применяют флуоресцентный краситель 5-, 6-карбоксифлуоресцеин диацетатсукцинилмидиловый эфир (КФДЭ), который образует прочную ковалентную связь с внутриклеточными белками и в используемой концентрации не влияет на жизнеспособность клетки.

Первоначально нефлуоресцирующий КФДЭ проникает через клеточную мембрану. Карбоксифлуоресцеины связываются с внутриклеточными молекулами, формируя конъюгаты, обеспечивая стойкое флуоресцентное окрашивание клетки. Окрашенные таким образом КМ К-562 смешивают с КЭ и инкубируют в течение нескольких часов. После окончания культивирования клетки окрашивают пропидий йодидом для определения убитых в ходе реакции КМ. По количеству убитых К-562 определяют активность NK-клеток. Анализ проводят на проточном цитофлуориметре и определяют количество КМ, включивших КФДЭ (зеленое свечение), и количество убитых клеток, включивших пропидий йодид (красное свечение).

Антителозависимая клеточно-опосредованная цитотоксичность

In vivo случается чаще всего в патологических условиях и направлена на безъядерные клетки - эритроциты и тромбоциты, реже на ядросодержащие клетки крови, например нейтрофилы. Проявляются эти процессы в форме гемолитических анемий, тромбоцитопений, нейтропений. Этиология, как правило, либо инфекционная, либо лекарственная.

Комплементзависимая цитотоксичность

Микролимфоцитотоксический тест. Этот вариант иммунной цитотоксичности используют в качестве лабораторного теста в трансплантологии для оценки возможного наличия в крови реципиента антител к клеточным антигенам предполагаемого донора.

Тест проводят следующим образом.

1. У реципиента берут периферическую кровь, получают сыворотку и раскапывают, например, двукратные разведения этой сыворотки в лунки планшета.

2. У донора берут периферическую кровь, выделяют из нее лейкоциты или фракцию мононуклеаров (что лучше) и аликвоты клеток, например по 2×10⁵ на лунку, раскапывают в лунки с разведениями сыворотки реципиента.

3. Планшеты инкубируют в СО₂-инкубаторе при 37 °С в течение 45-60 мин.

4. Затем в лунки добавляют комплемент (заранее оттитрованную сыворотку кролика или морской свинки).

5. Продолжают инкубацию еще 30-45 мин.

6. Поврежденные клетки выявляют по включению суправитального красителя - трипанового синего, для чего из каждой лунки берут аликвоту клеток, добавляют к этой аликвоте 0,5% раствор трипанового синего и в камере Горяева подсчитывают число прокрашенных (поврежденных) и непрокрашенных (живых) клеток.

В случае если процент поврежденных клеток достоверно превышает таковой в контроле (т.е. в лунках, в которые не вносили сыворотку реципиента), то данный донор получает отвод.

После внедрения в клиническую практику трансплантологии этого теста трансплантологи значительно реже сталкиваются со случаями сверхострого отторжения трансплантатов.

В другом варианте микролимфоцитотоксический тест применяют для серологического типирования HLA специфичностей. Основные этапы теста указаны на рис. 3.2 (см. также цв. вклейку). В качестве КМ используют выделенные из крови пациента мононуклеарные клетки серотипирования HLA специфичностей класса I или очищенную фракцию В-клеток, например на колонке со стеклянной ватой, для тестирования специфичностей HLA класса II. Клетки инкубируют с панелью стандартных типирующих сывороток и после добавлениия комплемента определяют количество убитых и выживших клеток.

Рис. 3.2. Микролимфоцитотоксический тест (серотипирование HLA класса I)

3.3. Оценка функциональной активности

Фагоцитов

Фагоцитарные клетки - основная группа клеток системы врожденного иммунитета. Они имеют миелоидное происхождение и обладают способностью к фагоцитозу. По морфологии и функции их разделяют на мононуклеарные клетки (моноциты/макрофаги) и нейтрофилы, что соответствует предложенному И.И. Мечниковым разделению на макро- и микрофаги. Роль фагоцитов в иммунном ответе крайне многообразна. Они выполняют ряд ключевых функций как во врожденном, так и в адаптивном иммунитете. Активация фагоцитов запускается через многие поверхностные рецепторы. Ведущая роль в активации фагоцитов отводится паттернраспознающим рецепторам врожденного иммунитета, таким, как Toll-подобные рецепторы, NOD-рецепторы, манозные рецепторы, рецепторы-«мусорщики», рецепторы комплемента и многие другие. Ответная реакция развивается быстро, не требует пролиферации и дифференцировки клеток.

Процесс активации обычно подразделяется на два этапа: прайминг и собственно активация. Суть прайминга заключается в том,

что предварительная обработка клеток небольшим количеством стимулятора (1-й сигнал), действие которого не вызывает прямую активацию, сопровождается увеличением ответа фагоцитов на второй сигнал. В результате активированные фагоциты выполняют следующие функции:

•  выработка активных форм кислорода (АФК);

•  генерация окиси азота;

•  хемотаксис;

•  фагоцитоз;

•  синтез и секреция цитокинов и других биологически активных медиаторных молекул (метаболитов арахидоновой кислоты, компонентов комплемента, факторов свертывания крови, белков матрикса, ферментов, противомикробных пептидов, гормонов и др.);

•  бактерицидная активность;

•  процессинг и презентация антигена («профессиональными» антигенпредставляющими клетками: дендритными, мононуклеарными фагоцитами).

Лабораторная работа 3-3

Определение фагоцитарной активности нейтрофилов и макрофагов

1. Для получения нейтрофилов мышам вводят внутрибрюшинно 3-4 мл 2-3% раствора пептона и через 2 ч животных умерщвляют с помощью хлороформа. Их вскрывают в асептических условиях. Из брюшной полости с помощью шприца или пастеровской пипетки отсасывают жидкость, переносят ее в силиконизированные центрифужные пробирки.

2. После центрифугирования пробирок в течение 10 мин при 1000 об/мин осадок ресуспендируют в среде 199, подсчитывают число клеток в камере Горяева и доводят до концентрации 1-2х10⁶/мл.

3. К клеткам добавляют равный объем бактерий (чаще всего Staphylococcus aureus, не содержащий белка А) или опсонизированного зимозана в соотношении 1:10 и инкубируют при 37 °С в течение 30 мин.

4. Бактерии предварительно должны быть опсонизированы мышиной сывороткой. Опсонизацию проводят в течение 10 мин при температуре 37 °С с последующим отмыванием.

5. После инкубации готовят мазок на предметном стекле, фиксируют его метанолом 20 мин и красят краской Романовского-Гимзы в течение 30-40 мин.

6. Учет результатов осуществляется микроскопически. В мазке при увеличении х90 с иммерсионной системой подсчитывают фагоцитарный индекс (процент фагоцитирующих нейтрофилов) и фагоцитарное число (количество поглощенных бактерии на 1 нейтрофил).

Для изучения фагоцитарной активности макрофагов на 3-4-е сутки после введения раствора пептона мышей умерщвляют (в соответствии с современными нормами биоэтики), вскрывают в асептических условиях и вводят внутрибрюшинно 5-8 мл среды 199, содержащей 10% сыворотки эмбриона коровы. После легкого массажа брюшной полости жидкость отсасывают. Полость можно промывать средой 199 несколько раз, объединяя в одну все полученные порции. Далее исследование ведется так же, как опыты с нейтрофилами (рис. 3.3, см. также цв. вклейку).

Рис. 3.3. Фагоцитоз зимозана макрофагом (конфокальная микроскопия и лазерная сканирующая конфокальная микроскопия): а - интактный макрофаг; б - макрофаг, захвативший зимозан (красный)

Лабораторная работа 3-4

Оценка фагоцитарной активности лейкоцитов человека

Последовательность выполнения операций:

• кровь из пальца (или из венозной крови до контакта с антикоагулянтом) в количестве 0,1 мл помещают на тщательно вымытое обезжиренное покровное стекло;

•  покровное стекло выдерживают во влажной камере при 37 °С 45 мин, после чего образовавшийся сгусток осторожно удаляют пинцетом;

•  покровное стекло с прикрепленными нейтрофилами промывают в растворе Хенкса;

•  на покровное стекло наносят фагоцитируемую взвесь и снова выдерживают во влажной камере (клетками вверх) при 37 °С в течение 30 мин (в качестве объекта фагоцитоза могут быть использованы частицы латекса, опсонизированный зимозан, S. aureus). На покровное стекло осторожно наносят 0,2 мл суточной культуры лабораторного штамма S. aureus в концентрации 10⁸ бактерий на 1 мл;

•  после инкубации в течение 60 мин стекло промывают в растворе Хенкса для удаления непоглощенных частиц и высушивают;

•  высушенный препарат фиксируют 5 мин в метаноле. Окрашивают гематоксилином Караччи (4 мин) с докраской эозином (30 с);

•  после проведения через гистологическую батарею спирт-ксилол препарат заключают в канадский бальзам;

•  учет фагоцитарной активности осуществляют, определяя процент нейтрофилов с фагоцитированным материалом (фагоцитарное число) и количество поглощенных частиц из расчета на один нейтрофил (фагоцитарный индекс). На каждом стекле для этой цели исследуют не менее 200 клеток.

Метод оценки хемотаксиса нейтрофилов с использованием камеры Бойдена

Наиболее широко применяется для оценки хемотаксической активности нейтрофилов метод с использованием камеры Бойдена.

Основная идея, заложенная в конструкцию камеры, заключается в разделении пористым фильтром в растворе двух реагирующих компонентов: лейкоцитов и факторов, обладающих хемотаксической активностью. В зависимости от исследуемых популяций клеток диаметр пор фильтров составляет от 3 до 8 мкм. Факторы с хемотаксической активностью помещаются в нижнюю камеру и довольно быстро создают концентрационный градиент, распространяющийся через толщу фильтра. Помещенные в верхнюю камеру лейкоциты начинают активную миграцию вдоль градиента и собираются на нижней поверхности фильтра, где можно подсчитать их количество.

Подсчет клеток на нижней поверхности фильтра проводится микроскопически; выявляется число клеток, видимых в одном поле при большом увеличении.

Более надежен радиометрический метод оценки миграционной активности лейкоцитов, когда используются лейкоциты, меченные изотопами ⁵¹Сг или ⁹⁰Тс. После постановки реакции измеряют радиоактивность фильтров. Однако такой метод требует дополнительного оборудования.

Одна из модификаций метода основана на применении двойного фильтра. Суть ее в следующем. Ниже обычного фильтра помещают целлюлозонитратный фильтр. В результате миграции клетки, прошедшие через верхний пористый фильтр, падают на целлюлозонитратную мембрану. Трудности учета падающих с нижней поверхности фильтров клетки успешно преодолеваются путем использования одиночных поликарбонатных фильтров.

В качестве фильтров апробированы самые разнообразные материалы, включая целлюлозонитраты, целлюлозные эфиры и поликарбонаты. Впервые поликарбонаты использовались для изучения хемотаксиса клеток перитонеального экссудата у морских свинок, а затем были предложены для измерения хемотаксиса моноцитов крови человека. С тех пор фильтры из этого материала получили широкое распространение при постановке реакций по оценке хемотаксической активности моноцитов крови человека. Преимущество поликарбонатных фильтров состоит прежде всего в одинаковом размере пор. Кроме того, при использовании таких фильтров значительно облегчается подсчет клеточных элементов, поскольку у мигрирующих клеток не наблюдается изменений морфологических характеристик, что отнюдь не редкость при применении фильтров из других материалов.

Особенности постановки методов оценки хемотаксиса in vitro

Хотя метод довольно прост, необходимо остановиться на некоторых технических особенностях, способных существенным образом повлиять на миграционную активность и количество клеток, помещаемых в камеру.

Так как хемотаксис связан с высокой метаболической активностью клеток, необходимо соблюдать определенный температурный режим. Максимальный хемотаксис наблюдается при 37 °С. В интервале тем-

пературы от 33 до 43 °С значительных различий результатов миграции не наблюдается. Однако при экспериментальной гипотермии у свинок при температуре 29 °С отмечено снижение миграционной активности моноцитов.

Состав среды, используемой при постановке метода, не требует каких-либо специальных добавок за исключением небольшого количества белка, облегчающего миграцию клеток. Наиболее оптимальный рН среды - 7,0, хотя в некоторых случаях предпочтение отдается некоторому смещению рН в кислую сторону, что обычно характерно для воспалительной реакции in vivo. Как указывалось выше, моноциты, проходящие сквозь фильтры, могут попадать в раствор нижней камеры, и поэтому их не учитывают. Важное значение имеет время проведения реакции. При использовании поликарбонатных фильтров оптимальные сроки инкубации клеток при 37 °С - 90 мин.

Следует избегать добавления в систему нативных сывороток. Например, сыворотка человека порой содержит факторы как способствующие хемотаксу, так и его ингибирующие.